实验动物各种体液、的采集方法
消化液的采集
(一) 唾液
1. 直接抽取法 在急性实验中， 可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法 在慢性实验中,收集狗的唾液，要用手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。(2)模型特点大鼠在造模4d后开始出现一系列的渐进理变化，肺功能检查模型大鼠第4日时的胸腔气体容积(TGV)值增加65％，而到第8日就不再变化，而造模前后大鼠气道阻力(Raw)值则变化无显著性差异。
(二)胃液
1. 直接收集胃液法 急性实验时，先将动物，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一，用此可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。科学家利用电子芯片技术遥控瘫痪实验鼠行走据国外媒体报道，科学家创造了一种“遥控”实验小鼠。
2. 制备胃瘘法 在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。两鼠之间会有“强”、“弱”之分，在“强”鼠面前，“弱”鼠出现体重减轻、自主活动减少、HPA轴及交感神经亢奋的表现。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁
在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠后眼框静脉丛取血方法4、动物实验中颈静脉或颈动脉采血：将鼠，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术，用即可抽出所需血量。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
睡眠剥夺模型
实验用金属箱直径35 cm， 每箱装1只大鼠。REMSD 各组分别置于直径为6.5 cm的小站台上，对照组大鼠置于直径15 cm的大站台上，周围是水环境,水深3 cm，平台在水面以上1 cm，于平台以上14 cm 处放笼罩，上面放水和食物。水温和室温保持在25 C，每日换水并打扫实验箱。出现大量闭锁luan泡，由于正常luan泡数减少luan巢体积缩小的。REMSD 组大鼠在小台上屈曲而立，在快动眼睡眠(rapid eye movement sleep， REMS) 时，由于伴随全身肌肉松弛和节律性垂头，大鼠落入水中而惊醒，再爬上站台。用此方法自18:00开始连续剥夺大鼠的REMS至相应实验时间点。
旷场实验( open field test， OFT )
实验装置为高60 cm、 底面边长100 cm、内壁涂黑的无盖方箱，底面平均分为25个小方格，正上方2 m处架一摄像机，镜头对准箱底，实验在安静环境下进行，大鼠置于方箱底面中心，同时进行摄像和计时，3 min 后停止摄像,更换动物后，继续进行实验。2次实验之间清洗箱壁及底面，以免上次动物余留的信息影响下次实验结果。计分方法:通过放像设备，观察大鼠3 min内越过的格子数为水平得分，后肢站立次数为垂直得分，两者之和为OFT总得分。诱发性疾病动物模型具有能在短时间内出大量疾病模型，并能严格控制各种条件使出的疾病模型适合研究目的需要等特点，因而为近代医学研究所常用，特别是筛选研究工作所。REMSD实验前后均进行旷场实验。
缺钾动物模型饲料需要注意什么？
钾的作用：它参与细胞中糖和蛋白质的代谢，维持神经健康，并显示正常的心律。如果高钠引起gao血压，则钾具有jiang压作用。缺钾会导致心律不齐，心跳加快，心电图异常，虚弱和超敏反应，zui终可能导致心脏骤停。
1.实验组的饮食选择：
在准备定量饮食时，由于全谷物含有大量的钾，因此很难引起钾缺乏。使用精制饲料，您可以自由控制饲料中的钾含量，但您应注意以下方面：
低①低钾饲料：这种饲料中钾的轻度缺乏一般而言，饮食研究营养性钾缺乏症或由于慢性脏疾病引起的钾缺乏症，并且与慢性缺乏症有关，且喂养时间相对较长。由于它是钾的症状，因此请确保饲料中钾的含量不要太低。
②钾缺乏饲料：饲料中钾的含量很低，没有钾的临界值。通常针对急性缺钾研究这种饲料，但是由于钾的极度缺乏，动物血液中的钾急剧下降，引起巨大的湍流，容易si亡。 ，有必要缩短进给时间以缩短观察时间。
2.对照组饲料选择：
精饲料缺乏钾，对照组也应使用精饲料来制备正常的钾含量饲料。请注意以下几点：
①饮食中的钾含量过高，经常对照饮食中的钾含量不符合标准。此控制实际上是高钾饮食，低于阈值。
②设定钾含量时，在准备饲料之前必须注意实验动物的类型，因为饲料中对钾含量的要求因动物而异，敏感性也不同。
也就是说，在选择模型进给时，无论是实验组还是对照组，都应从多个角度设置微量元素设定值的参数范围，以避免过度短缺和超负荷的问题。需要考虑的。
大动脉转位致紫绀型心脏病动物模型
【造模方法】体重为1.5～2.0kg雄性新西兰兔，按30mg/kg体重的剂量经耳缘静脉注she硫喷妥钠麻l醉，然后每隔30min静脉注she3～5mg/kg体重的剂量维持麻l醉。动物行仰卧位固定，前胸部皮肤常规去毛后消毒，作前正中无菌手术切口，切开皮肤、皮下组织及肌层，于第6、第7肋间水平横断胸骨，延正中线向上剪开胸骨，撑开器撑开，剪开心包，暴露心脏，注意保持纵隔胸膜的完整。游离肺动脉后，用4号丝线双活结结扎左心耳根部以阻断血流，于左心耳内注入1％肝素，用侧壁钳钳夹肺动脉左侧壁，在与左心耳对应部位剪开4～5mm的切口，用8/0的无损伤尼龙缝合线将肺动脉与左心耳侧侧吻合，先连续外翻缝合后壁，再间断外翻缝合前壁。缝线打结前排尽空气，先松开左心耳根部的结扎线，再缓慢松开肺动脉上的侧壁钳。生理盐水冲洗胸腔，置入硅胶引流片，关胸。术后每日肌肉注she青l霉l素40万U以预防感l染，共5d，术后3d拔取引流条。手术当中观察左心耳的颜色变化。于术后第4周，麻l醉，经腹l股l沟处切口l，l暴露股动脉，抽血测定pH值、氧分压(PO2)、二氧化碳分压(PCO2)、氧饱和度(SaO2)、血红蛋白含量(Hb)、红细胞比容(Hct)。实验动物的选择大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。采血后处死动物，观察心脏及吻合情况。术中吻合完成时可见左心耳颜色明显变暗，术后4周处死动物可见双心室轻度扩大，以右心室明显，吻合口通畅，直径为3～4mm，吻合口处光滑。术后1周动物的PO2、SaO2明显降低。术后第4周，PO2和SaO2的降低程度有所减小，考虑是代偿的原因。注意吻合口的大小要严格控制在4～5mm，太大时，严重的低氧会造成动物早期死l亡；太小时，有不能满足实验的要求，且容易形成血l栓而堵塞吻合口。